實驗材料：

1.  10-12周齡妊娠小鼠乳腺組織

2.  不含Ca 2+ 和Mg 2+ 的1×PBS，添加200000IU/L、200mg/L和200000U/L，pH7.4

3.  FBS、含5%牛血清白蛋白（BSA）的PBS液或DMEM

4.  0.05%Ⅰ型膠原酶50ml、0.05%蛋白酶50ml、0.1%DNaseⅠ型、結晶紫（0.1%）/枸櫞酸（0.1mol/L）

5.  培養液：血清培養液（DMEM或F12+10%FBS）、無血清培養基（DMEM:F12為1：1，加胰島素1-5μg/ml、轉鐵蛋白10μg/ml、BSA1-5mg/ml等）。膠原凝膠鋪底液（酸性膠原液或自制鼠尾膠原，10×F12，用緩沖液稀釋）

6.  分化培養基：為DMEM/F12按1：1（體積比）比例配制的混合培養基，添加5μg/ml胰島素、1μg/ml、3μg/ml催乳素和50μg/ml。其中，催乳素以3μg/ml濃度溶于10mmol/L NaOH中，過濾除菌，4℃下可保存2周，使用前添加到培養基中。

7.  C溶液：為9.6μg/ml的Dispase溶液，用DMEM配制。

8.  、解剖剪、解剖鑷、眼科剪，

9.  離心管（15ml、50ml）、10cm塑料培養皿、300ml有蓋的三角燒瓶（2個，處理膠原酶及蛋白酶用）、高壓滅菌的帶尼龍網（孔徑150μm）的燒杯

10.  厚膠原膠的制備：以8：1：1（體積比）的比例配制鼠尾膠原、F12與NaHCO 3 /NaOH的混合液作為包被液。包被液的組分包括鼠尾膠原液、10×濃度的F12、0.26mol/L NaHCO 3 和0.125 mol/L NaOH混合液。分別除菌。將包被液和培養板在4℃下預冷。然后，按150μl/cm 2 的用量加到培養器皿內。置37℃下1h，用培養液洗2次（每次30min），然后加入血清-胎球蛋白混合液。

實驗方法：

1.  麻醉處死小鼠，75%乙醇消毒，置于蠟板上，用大頭釘固定四肢。用正中線剪開皮膚，用鑷子引開皮膚，用大頭針固定在板上。切下約5g乳腺脂肪組織，放入裝有PBS液的平皿內洗滌3次。

2.  用刀片反復切割、或用剪刀剪碎乳腺至糊狀。然后將組織碎塊移至三角燒瓶內，加50ml膠原酶，置37℃恒溫水浴中水平振蕩1-2h（100-200次/min）。

3.  當無大片組織塊時，用尼龍網將細胞濾至燒杯內，以除去未消化的組織。濾液移至5ml離心管內，1000r/min離心約3min，去上清，加PBS液2ml在手中振搖使細胞團大散，移入裝有50ml膠原酶的三角燒瓶內，這時會見部分細胞懸液中出現云霧狀，經10-15min后會消失。放入37℃恒溫水浴中緩慢水平振搖30min（30次/min）。

4.  加10%血清或BSA約5ml，同上法用尼龍網過濾，以1000r/min離心約1min。向細胞團中直接加血清或BSA約1ml，拍擊離心管，打散細胞團（此時細胞脆弱，一般不進行吹打）。移至10ml離心管中，加5mlPBS液混勻，以1000r/min離心約1min，洗滌細胞3次，可除去成纖維細胞和紅細胞。

5.  zui后向細胞團中加血清或BSA，打散細胞團，加5-10mlPBS液吹打10次左右，使其成為均一的細胞懸液，計數細胞數。用此法分離的細胞多呈塊狀，很難正確計數，必要時用0.1ml細胞懸液加0.9ml結晶紫，劇烈振搖細胞約1min，此時細胞易破壞而使胞核著色，可計數藍染細胞核數。每克組織約可收貨5×10 6 —10×10 6 個細胞。

6.  得到的細胞用含10%FBS的DMEM或無血清培養液懸浮，將上述消化的乳腺上皮細胞以密度為1.0×10 5 —2.5×10 5 個/cm 2 將其接種在厚膠原膠膜包被的培養板上，加入細胞分化培養基進行培養。

7.  培養72h，待細胞融合后，用移液器吸頭或細胞刮刷將膠原膜與培養板底面分離，使膠原膜收縮并漂浮在培養基中，之后每2-3d更換一次培養液。

8.  細胞傳代。消化溶液為10×-EDTA混合消化液，在37℃下孵育7min。另外，使用溶液作為消化液。操作如下：原代細胞培養后，用DMEM培養基洗培養板，再用1/4稀釋液（2.4μg/ml）的中性蛋白液洗培養板2次。加入100μl/cm 2 的Dispase溶液，于37℃靜置20min。再加入5%胎牛血清的DMEM/F12培養液以終止消化。

9.  再用含5%胎牛血清的DMEM/F12離心洗滌沉淀細胞（250r/min，4min）。離心后用5%胎牛血清的DMEM/F12培養液重新懸浮細胞。

10.  將細胞懸液以1.0×10 5 —2.5×10 5 個/cm 2 的細胞密度接種，培養在生長培養基中。如果用于分化培養，接種24-48h后可更換為分化培養基。

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