平時在實驗室zui常聽到的一句話就是“今天某某試驗沒做好是為什么？今天某某試驗沒出結果是什么原因？今天某某試驗為什么會是這樣的呢？” 等等。然后仔細一查找原因，往往是由于操作上面的不認真，或是一些小小的細節(jié)沒有注意到。以下是集各路朋友的一些經驗，與大家分享：
1跑page膠的時候，小電壓跑會避免高電壓產生的熱量爾導致的膠層變形。低電壓泳道會比大電壓泳道跑的直一些，且分離效果更高，有利于分子量相差不大的蛋白分離。
2. 提取質粒的時候，zui后一步的酒精揮發(fā)很關鍵，基本上是其后續(xù)的酶切反應的決定性因素。所以這一步盡量揮發(fā)長一點時間，是空調吹熱風，或是37度溫箱放長一點的時間，我試過室溫過夜，酶切很好。
3. 做WESTERN BLOT 的時候，大家往往會摸索一抗、二抗的濃度，封閉時間，曝光時間等等，而每次變換其中的一個條件就需要從新跑膠、轉膜，甚至重新提蛋白，這樣會浪費大量的時間。其實*沒有必要這樣。一次轉膜后，將PVDF膜晾干，裁減成小塊，保存起來，用的時候取出一塊，沒有任何影響。這對于摸索條件的戰(zhàn)友來說，節(jié)約了大量的時間。
4. 有關緩沖液和培養(yǎng)基配置
1）將緩沖液配方中的成分分別以10－100倍配成母液儲存，需要的時候只需將相應的母液混合，補加水稀釋即可
2）配培養(yǎng)基時通常會忘記各成分的量，如配LB時的三個成分不記得到底哪個是5g，哪個要10個，因此可以在常用的試劑瓶的標簽上注明所需的量，如配LB時，在NaCl瓶外注明10g/L, yeast 5 g/L, tryton 10 g/L等，很方便，不需要每次配之前臨時翻書
還給大家推薦一個省質粒試劑盒硅膠柱與溶液的方法：
所有試劑使用手提質粒自己配置的溶液一、溶液二、溶液三（代替試劑盒的solution1、2、3），然后一比一的與飽和*或*（代替結合緩沖液）混合，就可以讓質粒在硅膠上結合，而試劑盒的硅膠柱可以重復使用，沒有試劑盒溶液量的限制，只要是一樣的質粒我想提幾管就提多少。
順便說一句硅膠柱也可以用自己買的硅膠粉末代替，離心后倒掉硅膠柱上面的上清就可以，用起來不象柱子方便。效果比手提的要好要快。