PCR( Polymerase Chain Reaction)-聚合酶鏈式反應，可以選擇性擴增一段DNA序列。其基本步驟是，首先將待擴增的模板DNA變性使之成為單鏈，DNA樣品中，特異性的引物能夠與其互補的序列雜交，在dNTPs和Taq酶存在時，就可以合成模板DNA的互補鏈，反應完成后，將反應混合物加熱使DNA雙鏈變性，溫度下降后，過量的引物又可以開始第二輪的合成反應。這種延伸-變性-退火-延伸的循環可以重復多次，使所需要的DNA片段得到特異性的擴增。PCR反應中的主要由引物、 4種三磷酸脫氧核苷酸(dNTP)、Mg 2+、模板和Taq DNA聚合酶五個成份組成。各個組份都能影響 PCR 結果的好壞。
1. 引物
PCR反應產物的特異性由一對上下游引物所決定。引物的好壞往往是PCR成敗的關鍵。引物設計和選擇目的DNA序列區域時可遵循下列原則：
(1) 引物長度約為16-30 bp， 太短會降低退火溫度影響引物與模板配對，從而使非特異性增高。太長則比較浪費，且難以合成。
(2)引物中G+C含量通常為40%-60%，可按下式粗略估計引物的解鏈溫度 Tm=4(G+C)+2(A+T)。
(3)四種堿基應隨機分布，在3'端不存在連續3個G或C，因這樣易導致錯誤引發。
(4)引物3'端最好與目的序列閱讀框架中密碼子第一或第二位核苷酸對應， 以減少由于密碼子擺動產生的不配對。
(5)在引物內， 尤其在3'端應不存在二級結構。
(6)兩引物之間尤其在3'端不能互補， 以防出現引物二聚體， 減少產量。兩引物間最好不存在4個連續堿基的同源性或互補性。
(7)引物5'端對擴增特異性影響不大， 可在引物設計時加上限制酶位點、核糖 體結合位點、起始密碼子、缺失或插入突變位點以及熒光素等。通常應在5'端限制酶位點外再加1-2個保護堿基。
(8)引物不與模板結合位點以外的序列互補。所擴增產物本身無穩定的二級結構， 以免產生非特異性擴增，影響產量。
(9)簡并引物應選用簡并程度低的密碼子， 例如選用只有一種密碼子的Met， 3'端應不存在簡并性。否則可能由于產量低而看不見擴增產物。
(10)一般PCR反應中的引物終濃度為0.2-1.0 μmol/L。引物過多會產生錯誤引導或產生引物二聚體， 過低則降低產量。利用紫外分光光度計， 可精確計算引物濃度， 在1cm光程比色杯中，260nm下，引物濃度可按下式計算：
X mol/L= OD260/ A(16000)+C(70000)+G(12000)+T(9600)
X： 引物摩爾濃度，A、C、G、T：引物中4種不同堿基個數。
2. 4種三磷酸脫氧核苷酸(dNTP)
(1)dNTP應用NaOH 將pH調至7.0，并用分光光度計測定其準確濃度。
(2)dNTP原液可配成5-10 mmol/L并分裝，-20℃貯存。一般反應中每種dNTP的終濃度為20-200 μmol/L。
(3)理論上4 種 dNTP各20 μmol/L，足以在100 μl反應中合成2.6 μg的DNA。當dNTP終濃度大于50 mmol/L時可抑制Taq DNA聚合酶的活性。4種dNTP的濃度應該相等，以減少合成中由于某種dNTP的不足出現的錯誤摻入。
3. Mg2+
(1)Mg 2+濃度對Taq DNA聚合酶影響很大，它可影響酶的活性和真實性，影響引物退火和解鏈溫度， 影響產物的特異性以及引物二聚體的形成等。
(2)通常Mg 2+ 濃度范圍為0.5-2 mmol/L.對于一種新的PCR反應，可以用0.1-5 mmol/L的遞增濃度的Mg 2+ 進行預備實驗，選出最適的Mg 2+濃度。
(3)在PCR反應混合物中， 應盡量減少有高濃度的帶負電荷的基團， 例如磷酸基團或EDTA等可能影響Mg 2+ 離子濃度的物質，以保證最適Mg 2+ 濃度。
4. 模板
(1)PCR反應必須以DNA為模板進行擴增， 模板DNA可以是單鏈分子，也可以是雙鏈分子，可以是線狀分子，也可以是環狀分子(線狀分子比環狀分子的擴增效果稍好)。
(2)就模板DNA而言，影響PCR的主要因素是模板的數量和純度.一般反應中的模板數量為102 -105 個拷貝，對于單拷貝基因，這需要0.1μg的人基因組DNA，10ng的酵母DNA，1ng的大腸桿菌DNA.擴增多拷貝序列時，用量更少。
(3)靈敏的PCR可從一個細胞，一根頭發，一個孢子或一個精子提取的DNA中分析目的序列。
(4)模板量過多則可能增加非特異性產物。DNA中的雜質也會影響PCR的效率。
5. Taq DNA聚合酶
一般Taq DNA聚合酶活性半衰期為92.5℃ 130 min，95℃ 40 min， 97℃ 5 min。現在人們又發現許多新的耐熱的DNA聚合酶，這些酶的活性在高溫下活性可維持更長時間。
Taq DNA聚合酶的酶活性單位定義為74℃下，30 min，摻入10 nmol/L dNTP到核酸中所需的酶量。Taq DNA聚合酶的一個致命弱點是它的出錯率，一般PCR中出錯率為2×10-4 核苷酸/每輪循環，在利用PCR克隆和進行序列分析時尤應注意.在100 μl PCR反應中，1.5-2單位的Taq DNA聚合酶就足以進行30輪循環。
所用的酶量可根據DNA、引物及其它因素的變化進行適當的增減.酶量過多會使產物非特異性增加，過少則使產量降低。
反應結束后，如果需要利用這些產物進行下一步實驗，需要預先滅活Taq DNA聚合酶， 滅活Taq DNA聚合酶的方法有：
(1)PCR產物經酚: 抽提，乙醇沉淀。
(2)加入10 mmol/L的EDTA螯合Mg 2+ 。
(3) 99-100℃加熱10 min。目前已有直接純化PCR產物的Kit可用。
6. 反應緩沖液
(1)反應緩沖液一般含10-50 mmol/L Tris·Cl (20℃下pH8.3-8.8)， 50 mmol/L KCl和適當濃度的Mg 2+ 。Tris·Cl在20℃時pH為8.3-8.8，但在實際PCR反應中，pH為6.8-7.8. 50 mmol/L的KCl有利于引物的退火。
(2)反應液可加入5mmol/L的二硫蘇糖醇(DDT)或100 μg/ml的牛血清白蛋白(BSA)，它們可穩定酶活性，另外加入T4噬菌體的基因32蛋白則對擴增較長的DNA片段有利。
(3)各種Taq DNA聚合酶商品都有自己特定的一些緩沖液。
